(一) 皮膚和粘膜的取材  
    皮膚和粘膜是上皮細胞培養的重要組織來源，主要取自于手術過程中的皮片，方法似外科取斷層皮片手術操作，但面積一般2~4cm2即可，這樣局部*heng，若對燒傷皮膚進行上皮細胞膜片移植，可從大腿或臀部取較大皮片，可取2~4cm2皮片，但取材時不要用碘酒消毒；若培養上皮細胞，取材時不要切取太厚，盡可能去除所攜帶的皮下或粘膜下組織；若欲培養成纖維細胞，則反之。皮膚粘膜與外界相通部位，因表面細菌、霉菌很多，取材時應嚴格消毒，必要時要用高濃度抗菌素和適量兩性霉素B漂洗、浸泡。  
(二)內臟和實體瘤的取材  
    內臟除消化道外基本是無菌的，但取材時要明確和熟悉所需組織的類型和部位，實體瘤取材時要取腫瘤細胞豐富的區域，要避開破潰、壞死液化部分，以防污染，盡量去除混雜的結締組織，否則培養后，由于成纖維細胞的生長給以后的培養工作增加困難。

(三)血液細胞的取材  
血液及淋巴組織中的血細胞、淋巴細胞的取材，一般多抽取靜脈外周血，或從淋巴組織中（如脾、扁桃體、胸腺、淋巴結等）分離細胞，取材時應注意抗凝，通常采用肝素抗凝，常用肝素濃度為8~10u/mL血，抽血的針筒也要用肝素濕潤，若從血站取來的獻血員的血液，因血站不用肝素抗凝劑，常用含枸椽酸鹽抗凝，對此類血標本千萬不能用含鈣、鎂離子的洗液來處理細胞，因此時的鈣、鎂離子可加速血液中凝血酶促進血液凝固而影響收獲血細胞及淋巴細胞。此外要嚴格無菌，盡量新鮮使用。  
(四)骨髓、羊水、胸/腹水細胞取材  
    取上述標本時，除嚴格無菌，注意抗凝外，還要盡快分離培養，一般無需其他處理，離心后，用無鈣、鎂PBS洗兩次，再用培養液洗一次后即可培養，不宜低溫存放。

(五)動物組織取材  
1、鼠胚組織取材  
    首先用引頸或氣管窒息致死法處死孕期合適的動物，然后將其整個浸泡在含有75%酒精的燒杯中，5分鐘后（注意時間不能太長，以避免酒精從口或其他通道進入體內，影響組織活力），取出動物，在消毒過的木板上可用無菌的圖釘或大頭針固定四肢，切開皮膚，用無菌操作法解剖取胚或用無菌止血鉗挾起皮膚、用無菌眼科剪沿軀干中部環形剪開皮膚，用止血鉗分別挾住兩側皮膚拉向頭尾，把動物反包，暴露軀干，然后再固定，更換無菌解剖器材，采用無菌操作法解剖取出胚胎。  
2、幼鼠胚腎（或肺）取材  
    幼鼠采用上述方法處死消毒后，腹部朝上固定在木板上，先切開游離毛皮并拉開至兩側：然后采用無菌法打開胸腔取肺，或背部朝上固定在木板上，先將背部毛皮切開游離并拉向兩側，然后采用無菌法從背部打開腹腔取腎。  
(六)人胚體組織取材  
    在局部先用碘酒后用75%酒精棉球消毒，無菌法取人胚肺（腎），方法與鼠類相同。  
(七)雞（鴨）鳥類胚胎組織取材  
    取孵化至適當胚齡（9~12天）的胚蛋，用照蛋燈在暗處燈檢，若有豐富血管、胚體有運動的胚蛋，說明胚體發育良好，并用有色筆劃出氣室和胚體位置。將胚蛋置于蛋架上，先用溫水清洗蛋殼，再用75%酒精棉球擦干，經碘酒、75%酒精消毒后，在無菌條件下采用無菌法用剪刀或中號鑷子打開氣室，沿氣室邊緣去除蛋殼，再用眼科鑷撕去殼膜，暴露出雞胚，再用彎頭鑷輕挑起胚頭，取出胚胎，放入無菌平皿中，解剖取材。