免疫熒光標本的特殊處理技術
死細胞及碎片的去除 由于標本送檢時間、實驗操作等都會造成部分細胞死亡。為保證結果準確，尤其是細胞或亞群的測定，應當排除死亡細胞，不然這些細胞含特異結合抗體，干擾免疫熒光分布；不完整的死細胞碎片也可貼附到活細胞上，影響DNA或免疫熒光的分布。排除方法根據細胞樣品而定，血細胞大小基本均勻一致，可根據死細胞低強度的前向角散射而同活細胞分開。但培養細胞大小分布不均，大量的死亡細胞因體積縮小，其前向角散射可能同小細胞重疊起來難以鑒別，可采用樣品內加入少量PI，使死亡細胞的DNA染色而加以排除。
過多的碎片也會影響測定的準確性。為去掉碎片，可在盛1ml血清的試管內，重層細胞懸液1—2ml在血清上，15分鐘直立后，大的碎片自行現于管底，再把懸液移至另一含血清試管內，離心。此時細胞留于血清內，小碎片在血清上層。去掉上層，并向含細胞的血清內加入培養基，洗標本數次，待測。一般情況下，可直接用儀器的處理排除碎片，避免繁瑣的操作。
染色中膜能量轉移的預防 由于細胞膜機構的特殊性，在染色處理時會發生能量轉換，蛋白質、糖蛋白及類脂雙層等膜成分的動力學改變，從而形成三種現象：*是足夠濃度的多價抗體或單價的Fab片段，用于染色時可見到隨機分布的膜反應—均勻的環形，這種現象也同細胞結構有關；第二種現象是點狀（Spot）分布或：“補丁”（Patches）狀的熒光分布，多發生在低濃度二價或多價抗體染色時。它實際是表面抗原的重新分配過程—被動凝聚現象，這種現象在體內也會發生，冷環境，NaN3，不會制止它的出現；第三種是帽形成，是細胞膜物質半月形分配，點狀或“補丁”狀可能是帽現象的前提。帽形成多發生在細胞高爾基體附近的特殊極點，是一種細胞生理現象。冷環境、NaN3等封閉代謝作用的物質或條件可使其抑制。因此，為了保證細胞免疫熒光測定的和穩定，實驗操作應盡量在冷環境中進行，使用的緩沖液系統補加疊氮鈉。
標本的保存和固定 試驗中，尤其是臨床標本，有時要保存一定時間。未染色的新鮮標本可用以下方法貯存：10%二甲基亞砜，90%小牛血清，5×106—1×107細胞，—70℃過夜，然后置液氮內，可較長期保存。亦可把細胞放于50%A、B型混合血清的RPMI 1640培基內，4℃10分鐘，再緩慢加入等量20%二甲基亞砜 A、B/RPMI 1640液，放液氮氣相，再轉入液相。此種冷凍方法，在1個月內染色的細胞群體比例不發生大的改變。也有人用20%小牛血清RPMI 1640，,10%二甲基亞礬保存細胞，—10℃過夜，轉入液氮內，保存時間5天。
免疫熒光染色的標本如不能立即測定、或標本具有傳染性，應做標本固定。未固定的標本，一般在4℃可放48小時，過時將會發生細胞劈裂或熒光色素內化，群體比列發生明顯變化。對固定的方法要求應當是：1、固定程序簡單，試劑單一；2、固定不明顯影響細胞體積、光掃描結果及熒光特性；3、固定后必須能保存一定時間，任何染色前固定都不適用于免疫熒光染色。
常用試劑 甲醛是zui常用的理想藥品，它不但有固定膜蛋白的能力，而且可以殺滅樣品中的微生物，尤其當代HIV-I病毒的感染。一般以1—4%多聚甲醛—PBS，pH7.2固定液，或用0.37—1.5%甲醛—PBS pH溶液。在免疫膠體金標本固定時，常用PLP液，其組成為1%多聚甲醛pH7.3水液加9mg對位過碘酸加3ml 0.1M L-賴氨酸0.1M PBS。100%甲醇固定液熒光效果理想，但細胞易凝聚成團。50、70、100%乙醇或乙醇：甲醇混合液效果均不理想。
固定方法 經免疫熒光染色后，離心沉淀細胞，加入固定液混勻，放4℃保存。分析時可直接應用或洗一次測定。如同時做DNA染色，可固定4小時，加入DNA染料，或在固定后加入70%乙醇，使細胞膜滲透性增加。實踐證明，固定保存1周至2個月，多數標本陽性細胞群體比例及熒光強度均在正常范圍內，特別是前向角散射掃描顯示細胞大小分布規律更佳。但要注意細胞膜經固定后通透性增加，在做免疫熒光雙染色時管道內紅色熒光顏料的污染，造成紅熒光群體增加的假象。
